Bijupirá

Por: Fernando Guido Cavalin 
Engenheiro de Aqüicultura
e-mail: [email protected]


Na edição anterior foi possível conhecer, através da experiência de um jovem brasileiro, alguns aspectos da engorda comercial de bijupirá (Rachycentron canadum) feita em Taiwan. Prosseguindo com o tema, trazemos nesta edição, a experiência de um outro brasileiro, que acompanhou de fevereiro a agosto deste ano, as diversas etapas do aperfeiçoamento de uma instalação modelo de maturação de bijupirá, desta vez nas dependências do Laboratório Experimental de Piscicultura Marinha da Rosenstiel School of Marine and Atmospheric Science, pertencente a Universidade de Miami. Fernando Guido Cavalin acabou de se formar em engenharia de aqüicultura pela Universidade Federal de Santa Catarina, e no artigo a seguir descreve os procedimentos que envolvem a captura e o correto acondicionamento dos reprodutores, para que possam desovar naturalmente nos tanques de maturação. A experiência de Fernando Cavalin foi vivida junto à equipe dos pesquisadores Daniel D. Benetti e M. Refik Orhun, qua há anos dedicam-se ao cultivo de diferentes espécies de peixes marinhos, entre elas o pargo, xaréu, linguado, dourado e corvina em vários países do mundo.


Figura 1. Reprodutor de bijupirá (Rachycentron canadum)
Figura 1. Reprodutor de bijupirá (Rachycentron canadum)

O bijupirá  (Rachycentron canadum) (Figura 1), mundialmente conhecido como “cobia”, é um peixe migratório encontrado em águas tropicais e temperadas rasas de vários oceanos. Sua carne branca, consistente e saborosa é muito apreciada no mercado asiático, valorizada ainda mais pelos altos índices de ácidos graxos poliinsaturados (PUFA) que ajudam a diminuir o índice de colesterol “ruim” (LDL) no sangue.

Vários países da Ásia, liderados por Taiwan, cultivam comercialmente o bijupirá, desde a produção de alevinos até a engorda em tanques-rede instalados em águas costeiras ou em alto mar. Para os EUA, o bijupirá é tido como uma das espécies de alta prioridade, apesar do seu cultivo se encontrar ainda na fase inicial, por conta da regularização da atividade da aqüicultura que está sendo feita pelo NOAA (National Oceanic and Atmospheric Administration). Nesse sentido, em junho desse ano foi promulgada uma decisão legislativa (The National Offshore Aquaculture Act), com as diretrizes que vão regularizar a atividade nos próximos anos (http://www.noaa.gov/aquaculture). Segundo especialistas, o modelo de aqüicultura que está sendo adotado nos EUA em muito favorecerá o cultivo do bijupirá, já que dá destaque ao uso das águas litorâneas (offshore), associadas a um plano nacional de manejo, desenvolvimento e conservação das zonas econômicas exclusivas (ZEEs). O desenvolvimento imediato da aqüicultura nos EUA reveste-se de importância, já que visa, também, aliviar o déficit norte-americano de frutos do mar, que hoje já alcança os 8 bilhões de dólares, perdendo apenas para o petróleo importado.

Figura 2. Captura de reprodutores 
Figura 2. Captura de reprodutores

Dentre as várias modalidades de pesca, o método tradicional com linha e anzol mostra-se bastante eficiente para o bijupirá. Algumas modificações podem ainda ser feitas para reduzir lesões durante a captura e embarque dos reprodutores. A utilização de puçás de tecido macio e a diminuição, sempre que possível, da manipulação excessiva dos peixes, ajudam a diminuir o estresse da captura. É bastante aconselhável o uso de anzóis circulares (circle hooks) ou sem farpa, pois diminuem a probabilidade de lesionar órgãos internos, caso o peixe engula o anzol. O uso de anzóis tradicionais pode provocar lesões externas na boca dos peixes que chegam a demorar mais de 10 dias para cicatrizar, podendo servir como vetor para infecções secundárias. Segundo Daniel Benetti, em alguns casos o anzol pode atingir o nervo óptico e cegar o peixe, debilitando-o como um bom reprodutor.

Ao contrário da maioria dos peixes marinhos, o bijupirá não possui bexiga natatória, não necessitando punção para aliviar o barotrauma causado pela expansão da bexiga natatória quando é trazido à superfície. Durante o processo de captura deve-se minimizar ao máximo o manejo excessivo dos peixes, uma vez que eles já se encontram em uma situação de estresse.

Para formação do primeiro plantel de reprodutores do Laboratório Experimental de Piscicultura Marinha do Rosenstiel School of Marine and Atmospheric Science, da Universidade de Miami, foram realizadas duas expedições nos arredores de Florida Keys. Na primeira (19/04), foram capturados sete reprodutores a 20 milhas náuticas da costa marítima de Marathon. Na segunda (04/05), foram capturados oito reprodutores a três milhas náuticas da costa de Islamorada. Os bijupirás foram capturados em águas relativamente rasas, com profundidade entre 5-10m e foi utilizado um engodo de restos de pescado para atrair o peixe. Na maioria das vezes foi possível visualizar o cardume de bijupirás na superfície da água, onde puderam ser facilmente capturados com o uso de iscas vivas atadas à linha sem chumbada.

TRANSPORTE

Logo que capturados, recomenda-se que sejam encaminhados diretamente para uma caixa de transporte com tampa (Figura 3), com sistema de troca de água e suprimento de oxigênio. A caixa de transporte deve ser mantida sempre fechada para evitar fuga de peixes, perda de água e entrada excessiva de luz, o que será eficiente na redução das condições de estresse dos peixes durante o transporte.

Uma vez que a caixa de transporte encontra-se normalmente sob o sol, fechada e com pouco volume d’água, utilizam-se blocos de gelo isolados em garrafas plásticas (ex: refrigerante) para evitar o aumento da temperatura da água. Com isso, é possível acalmar os peixes através da diminuição de seu metabolismo, além de ajudar na manutenção da concentração de oxigênio dissolvido na água, que deve ser mantido sob níveis iguais ou acima da saturação (ex: 6-7 mg/L a 26ºC).

Figura 3. Transporte dos reprodutores (Foto Fernando G. Cavalin)
Figura 3. Transporte dos reprodutores (Foto Fernando G. Cavalin)

É aconselhável, porém, que os peixes sejam observados periodicamente em intervalos de 10-15 minutos para identificação de sinais que demonstrem dificuldade de respiração ou hiperatividade. Em condições de baixa concentração de oxigênio na água, os peixes costumam apresentar abertura freqüente da boca e movimentos rápidos do opérculo, nadando na superfície como forma de buscar mais oxigênio. Em casos mais graves, apresentam-se deitados de barriga para cima ou com sérias dificuldades de natação, seguidos da perda dos padrões normais de cor, apresentando aparência pálida. Esses sintomas são sinais de condições estressantes e sob essas condições é aconselhada a renovação da água para aumentar os níveis de oxigênio dissolvido.

A densidade máxima de estocagem aconselhável durante o transporte não deve exceder 50 kg/m3, no entanto, a densidade pode ser aumentada em transportes rápidos (< 1 hora) e diminuída para transportes longos. Anestésicos podem ser utilizados durante o manejo, a amostragem e a transferência entre tanques, “porém nunca durante o transporte”, pois diminuem a resposta imunológica dos peixes às condições de estresse encontradas.

Da caixa de transporte localizada no barco de pesca, os peixes podem ser anestesiados (10-50 ppm de óleo de cravo, dependendo do nível de anestesia requerido) e transferidos para outra caixa de transporte, que os levarão às estruturas do laboratório. A transferência dos peixes deve ser feita com o uso de sacos plásticos duplos com um resquício de água suficiente para cobrir as brânquias, evitando a transferência feita com puçás, pois os mesmos podem lesionar a superfície dos peixes, deixando-os susceptíveis a infecções secundárias. Depois que chegam ao laboratório, mas antes de serem levados para o tanque de quarentena, é aconselhado que os peixes passem por uma bateria de três tratamentos em série: anestésico, formalina e água doce. Seguindo esses procedimentos, aumentam-se significantemente as chances de sobrevivência dos reprodutores ao chegarem ao laboratório para condicionamento de um estoque saudável.

ANESTESIA E MANEJO

Antes da transferência, amostragem e profilaxia, os peixes devem ser anestesiados para assegurar um manejo seguro. Como anestésico utiliza-se o óleo de cravo (princípio ativo: Eugenol), por ser um anestésico natural, não tóxico, barato e de fácil manuseio. O óleo de cravo e muito utilizado por dentistas e vem sendo cada vez mais utilizado na aqüicultura devido aos bons resultados. Por ser um produto orgânico, não necessita de tempo de carência, tanto para uso em humanos como em peixes, sendo o seu uso aprovado pela US Food and Drug Administration (FDA).

Os reprodutores podem ser anestesiados com óleo de cravo em concentrações de 50 ppm (ex: 5ml/100L), iniciando por doses mais baixas, observando os resultados e aumentando a dosagem, caso seja necessário. O tempo de anestesia pode variar bastante entre espécies, densidade de estocagem e temperatura da água, devendo-se sempre estar atento aos primeiros sinais de letargia para evitar overdoses. Observou-se que indivíduos adultos de bijupirá puderam ser anestesiados individualmente dentro de um intervalo entre 2 – 4 minutos.

Uma vez anestesiados os peixes podem ser pesados, medidos, marcados, amostrados sexualmente e tratados com antibióticos. Todos os dados obtidos devem ser anotados e arquivados para controle zootécnico do plantel de reprodutores, determinação de proporção sexual (nº machos / nº fêmeas), tratamentos hormonais e taxa de alimentação (% biomassa / dia).

Como forma de desinfecção das feridas externas que os peixes adquiriram durante o manejo, pode-se usar um spray de iodo sobre as regiões lesionadas, cuidando sempre para não atingir regiões sensíveis como os olhos e narinas. O tratamento com antibióticos (Figura 4) pode ser administrado em injeções intramusculares (oxitetraciclina a 0,25 ml/kg de peixe), e tem grande importância no tratamento dos peixes contra infecções bacterianas, especialmente comuns na pele, nadadeiras, olhos e narina.

Figura 4. Daniel Benetti aplicando injeção de antibióticos após a captura dos reprodutores (Foto Fernando G. Cavalin)
Figura 4. Daniel Benetti aplicando injeção de antibióticos após a captura dos reprodutores (Foto Fernando G. Cavalin)

Para amostragem gonadal (Figura 5) utiliza-se uma cânula de polietileno de aproximadamente 2 mm de diâmetro (tipo cateter intravenoso usado em hospitais), introduzida no orifício urogenital do peixe. Essa abertura localiza-se na região posterior do peixe, junto ao ânus, porém, mais próxima à nadadeira caudal. A cânula é inserida aproximadamente 5 cm no orifício urogenital e por sucção bucal retira-se uma amostra dos gametas, coloca-se em uma placa de Petri e, através de microscopia pode-se analisar o estádio de desenvolvimento gonadal. Do tanque de anestésico os peixes seguem para os tanques de profilaxia (formalina e água doce), utilizando sempre sacos plásticos para o transporte dos peixes e luvas descartáveis para o manuseio.

 

Figura 5. Daniel Benetti fazendo amostragem gonadal para análise microscópica do estádio de desenvolvimento gonadal dos reprodutores (Foto Fernando G. Cavalin)
Figura 5. Daniel Benetti fazendo amostragem gonadal para análise microscópica do estádio de desenvolvimento gonadal dos reprodutores (Foto Fernando G. Cavalin)
 PROFILAXIA E QUARENTENA

Os tratamentos profiláticos de desinfecção (formalina e água doce) visam retirar os ectoparasitos das brânquias e da pele, que naturalmente acompanham os peixes. É importante o tratamento preventivo, antes de serem estocados no tanque de maturação final, pois os parasitos, uma vez dentro do sistema de recirculação de água, podem se proliferar e acometer todo plantel de reprodutores.

Após os procedimentos realizados no tanque de anestésicos, os peixes passam por uma bateria de tratamentos profiláticos (Figura 6) que começa em banho rápido de formalina (formaldeído diluído a 37%) em concentrações de 100 ppm (10ml/100L) durante 2-5 minutos. É importante evitar exposição prolongada, pois a formalina pode lesionar a pele e as brânquias dos peixes. Procura-se evitar o contato dessa água com a pele humana, pois a formalina é um produto tóxico que pode causar irritações cutâneas mesmo em baixas concentrações. Na seqüência, os peixes são encaminhados para um banho de água doce (retirado o cloro com tiosulfato de sódio) durante 5-10 minutos, o que ajuda a remover os ectoparasitos, além de lavar a formalina remanescente.

Durante o banho de água doce os peixes podem ser externamente analisados para retirada e amostragem de parasitos presentes na pele e brânquias. Baixa concentração de óleo de cravo (10 ppm) durante o banho de água doce auxilia a manter os peixes ainda anestesiados para o manejo.

Figuras 6a e 6b. Seqüência dos tratamentos até a maturação (diagrama e foto)
Figuras 6a e 6b. Seqüência dos tratamentos até a maturação (diagrama e foto)

Somente após a profilaxia é que os peixes seguem para o tanque de quarentena onde devem ser mantidos por um período suficiente para garantir um plantel de reprodutores saudáveis, devolvendo aos peixes suas condições fisiológicas normais (cor, natação, alimentação), antes da transferência para o tanque de maturação. Durante o período de quarentena é normal que os peixes não comam durante duas ou até três semanas, no entanto, pôde-se observar exemplares de bijupirá alimentando-se logo no primeiro dia após a transferência.

Apesar do bijupirá ser considerado altamente resistente a doenças, quando comparado a outras espécies de peixes marinhos, pesquisas sobre o bijupirá realizadas no Austin Marine Science Institute Fisheries and Mariculture Laboratory (FAML – University of Texas) têm observado que em todos estágios de sua vida essa espécie é susceptível ao parasita Amyloodinium sp. em sistemas de recirculação de água. Quando infectados pelo Amyloodinium sp os sintomas normalmente observados são: abertura extrema da boca e desvio em seu comportamento normal, coçando-se no fundo do tanque. Sulfato de cobre pentahidratado (CuSO4) é utilizado com bons resultados no controle da eclosão dos cistos do parasita, podendo ser administrado seguramente a 0,5 ppm durante 7 dias na água dos peixes.

Dos 15 bijupirás capturados, apenas dois morreram, fruto de infestação generalizada, causada pelo parasita Amyloodinium ocellatum (Figura 7).

Figura 7. Exemplar de reprodutor parasitado com Amyloodinium ocellatum.
Figura 7. Exemplar de reprodutor parasitado com Amyloodinium ocellatum.
MANUTENÇÃO E CONDICIONAMENTO DE REPRODUTORES

O propósito da maturação é providenciar um estoque saudável de reprodutores que resulte em repetidas desovas naturais com ovos e larvas de boa qualidade. Para isso, é necessária atenção especial na alimentação, qualidade da água, manejo e controle ambiental que mimetizem e otimizem as condições naturais de desova da espécie.

O tanque de maturação utilizado no Laboratório Experimental de Piscicultura Marinha do Rosenstiel School of Marine and Atmospheric Science, tem capacidade para 80 m3 (7,62 m de diâmetro e 1,83m de profundidade) e conta com um tanque de quarentena de 4,6 m de diâmetro por 0,914 m de profundidade. O tanque de maturação foi estocado com os 13 reprodutores remanescentes (três fêmeas e dez machos), sendo que o recomendável por Benetti e Alarcón para o bijupirá são dois machos para cada fêmea.

O tanque de maturação funciona em sistema de recirculação de água. Além de evitar o despejo indesejado de efluentes no meio ambiente, obtém-se também uma água de ótima qualidade, com parâmetros de qualidade consideravelmente estáveis. Esses resultados do monitoramento da qualidade de água demonstram estar de acordo com a faixa de tolerância para o bijupirá, não sendo observado comportamento anormal dos peixes perante essas variações.

O sistema de recirculação de água é alimentado pela água drenada no centro do tanque por gravidade e filtrada em dois filtros de cartucho de 300 µm antes de chegar ao reservatório de água de 330 L que abastece uma motobomba centrífuga de 2 hp. A motobomba impulsiona a água por um filtro de areia, que retém partículas de até 5 µm, passando por um filtro ultravioleta antes de voltar cristalina ao tanque (Figura 8). A circulação da água é proporcionada por air lifts que produzem uma corrente suficientemente moderada para criar um vórtex de efeito auto-limpante no tanque, direcionando as partículas pesadas e restos de comida para o dreno central. Esse processo ajuda a retirar da água boa parte das partículas orgânicas. Aproximadamente 20% da água que volta ao tanque passa por um biofiltro de 693 L que converte a amônia (NH3), tóxica para os peixes, em nitrito (NO2) e nitrato (NO3).

Figura 8. Equipamentos utilizados no Sistema de Recirculação de Água: filtro de cartucho, reservatório de água, bomba, filtro de areia e trocador de calor
Figura 8. Equipamentos utilizados no Sistema de Recirculação de Água: filtro de cartucho, reservatório de água, bomba, filtro de areia e trocador de calor

Nos tanques de maturação foram introduzidos os peixes “neon gobies”, Gobiosoma oceanops, como controle biológico de ectoparasitos, pois vivem em harmonia com o cardume de bijupirás, alimentando-se e limpando e superfície dos peixes. Exemplos como esse, bem sucedidos no uso de “gobies” como peixes limpadores, foram relatados em “mutton snapper” (Lutjanus analis) e “greater amberjack” (Seriola dumerili) por Zimmerman et al. (2001) no Aquaculture Center of Florida Keys (ACFK).

A rotina diária do setor de maturação consiste na limpeza dos filtros e do coletor de ovos, retrolavagem do filtro de areia, monitoramento da qualidade de água, verificação das válvulas do sistema e alimentação dos reprodutores. Recomenda-se que o tanque seja sifonado pelo menos uma vez por semana. Esse processo é importante não só para retirar os restos de comida que se acumulam no fundo, mas também para retirar o biofilme que cresce e serve como substrato para fixação dos cistos do parasita Amyloodinium ocellatum.

Observações do comportamento dos peixes são feitas periodicamente no decorrer do dia. Nota-se que geralmente apresentam-se nadando lentamente contra a corrente demonstrando sinais de agressividade durante a alimentação, e ao chegar o entardecer podem ser observados praticamente imóveis junto ao fundo do tanque. Durante o período que antecede a desova, os peixes apresentam-se mais ativos, destacam suas listras no corpo, formam cardumes, nadam rapidamente e, diferentemente da maioria dos dias, não se apresentam agressivos durante a alimentação.

A dieta alimentar dos peixes (Tabela 1) é composta por lula, sardinha e camarão oferecidos até a aparente saciedade dos animais (3-5% da biomassa/dia). A dieta alimentar é complementada por um suplemento de vitaminas/minerais ofertado, dia sim dia não, sob a forma de ração semi-úmida, complementando possíveis deficiências nutricionais presentes na dieta, que possam afetar o desenvolvimento e qualidade dos ovos. Uma vez por semana os peixes podem não ser alimentados como forma de depurar o sistema de recirculação de água, ajudando a remover da água as partículas em suspensão.

TABELA 1. Dieta alimentar dos reprodutores de bijupirá, Rachycentrom canadun.1 Complemento de Vitaminas/Minerais. Composição: 62% Proteína, 16% Lipídios, 4% Fosfolipídios, 2,5% DHA/EPA, 35 mg/g HUFA, 25.000 UI/kg Vit A, 5.000 UI/kg Vit D3, 800 mg/kg Vit E, 5.000 mg/kg Vit C, 65 mg/kg Vit B1, 85 mg/kg Vit B2. Preparo: pode ser misturado com 50% de água ou com 50% de carne moída de peixe e oferecido sob a forma de ração semi-úmida. 2 O camarão por ser o ingrediente mais caro da dieta, é incorporado em menor quantidade ao alimento como forma de deixá-lo mais atrativo.
TABELA 1. Dieta alimentar dos reprodutores de bijupirá, Rachycentrom canadun. 1 Complemento de Vitaminas/Minerais. Composição: 62% Proteína, 16% Lipídios, 4% Fosfolipídios, 2,5% DHA/EPA, 35 mg/g HUFA, 25.000 UI/kg Vit A, 5.000 UI/kg Vit D3, 800 mg/kg Vit E, 5.000 mg/kg Vit C, 65 mg/kg Vit B1, 85 mg/kg Vit B2. Preparo: pode ser misturado com 50% de água ou com 50% de carne moída de peixe e oferecido sob a forma de ração semi-úmida. 2 O camarão por ser o ingrediente mais caro da dieta, é incorporado em menor quantidade ao alimento como forma de deixá-lo mais atrativo.
RESULTADOS

O período de desova do bijupirá na região do Golfo do México vai de abril a outubro, com picos entre maio e junho. Dessa forma, os esforços para a captura de reprodutores concentraram-se nos meses de março-abril, por coincidir com o período final de maturação gonadal, elevando assim as chances de desovas naturais no laboratório durante o período reprodutivo da espécie.

Pesquisas demonstraram que o fotoperíodo encontrado durante os meses de desova do bijupirá varia entre 13-11 e 14-10 (horas de luz – horas de escuro), cessando a sua reprodução sob temperaturas entre 28-30 ºC. Observando-se a linha de tendência plotada no gráfico de monitoramento da temperatura da água (Gráfico 1), concluímos que a elevação da temperatura da água provocada pela chegada do verão no hemisfério norte poderia inibir a desova desse estoque de reprodutores.

O condicionamento para a desova tornou-se viável com a instalação de um trocador de calor para reduzir a temperatura da água do tanque para uma faixa entre 24-26 ºC, considerada ideal para a desova da espécie. Conforme o esperado, os reprodutores de bijupirá desovaram naturalmente nesse sistema durante os meses de julho-agosto, com taxas de fertilização acima de 90%. Larvicultura extensiva e intensiva de bijupirá são conduzidas com êxito no laboratório da Universidade de Miami, onde dezenas de milhares de alevinos de 4-5 cm foram produzidos este ano (Figura 9). No momento os reprodutores seguem saudáveis, bem nutridos e condicionados por ciclo controlado de temperatura e fotoperíodo para desovarem fora da temporada (janeiro, inverno no hemisfério norte).

Figura 9 – Alevinos de bijupirá oriundos dos reprodutores do Laboratório Experimental de Piscicultura Marinha da Rosenstiel School of Marine and Atmospheric ScienceEm síntese, a captura, transporte, profilaxia, quarentena, manejo e condicionamento à desova deste estoque de reprodutores foram desenvolvidos com êxito, bem como o desenho, construção, operação e aprimoramento do sistema de maturação de bijupirá no laboratório de piscicultura marinha da Universidade de Miami.
Figura 9 – Alevinos de bijupirá oriundos dos reprodutores do Laboratório Experimental de Piscicultura Marinha da Rosenstiel School of Marine and Atmospheric ScienceEm síntese, a captura, transporte, profilaxia, quarentena, manejo e condicionamento à desova deste estoque de reprodutores foram desenvolvidos com êxito, bem como o desenho, construção, operação e aprimoramento do sistema de maturação de bijupirá no laboratório de piscicultura marinha da Universidade de Miami.

A partir dessa e de outras experiências relatadas no hemisfério norte, pode-se conseguir a maturação, desova e cultivo do bijupirá em cativeiro no Brasil. Atentando sempre para as nossas particularidades de clima e condições oceanográficas, adaptando fatores como infra-estrutura e tecnologia à nossa realidade conseguiremos alavancar a atividade de piscicultura marinha no Brasil.

Gráfico 1. Monitoramento da temperatura
Gráfico 1. Monitoramento da temperatura

AGRADECIMENTOS
Ao Departamento de Marine Affairs and Policy da Universidade de Miami, aos doutores Daniel D. Benetti e M. Refik Orhun e todo seu time de profissionais da hatchery por terem feito possível esse trabalho, e ao corpo docente do Departamento de Aqüicultura da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC).

 

Reprodutor de bijupirá capturado na costa pernambucana, aclimatado nas dependências da Aqualider, em Porto de Galinhas - PE
Reprodutor de bijupirá capturado na costa pernambucana, aclimatado nas dependências da Aqualider, em Porto de Galinhas – PE
Em Pernambuco, universidade e empresa buscam soluções para o cultivo do bijupirá

O bijupirá vem recebendo uma atenção especial dos pesquisadores brasileiros, em especial da Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE). Em julho último, com a ajuda da embarcação de pesquisa da instituição, o B.Pq. Sinuelo, foram realizadas capturas de reprodutores do Rachycentron canadun, que em Pernambuco é popularmente conhecido como “beijupirá”. Quatro exemplares, de seis a nove quilos, foram capturados e levados para as instalações da Aqualider Maricultura Ltda., localizada em Porto de Galinhas, Ipojuca – PE, que em parceria com a universidade, vem desenvolvendo estudos preliminares para o desenvolvimento do cultivo da espécie no Estado. Segundo Santiago Hamilton, doutorando da UFRPE envolvido com o projeto de pesquisa, os indivíduos capturados pela UFRPE, após duas semanas sem se alimentarem, começaram a aceitar presas vivas, como peixes e crustáceos e, após 10 dias, passaram a aceitar o mesmo alimento, mas morto”. Uma ração elaborada a partir de ração comercial para camarão, misturada com peixe e lula, na proporção de 2:1:1 também foi elaborada, e está sendo utilizada com êxito até que seja formulada uma ração que atenda aos requerimentos nutricionais do bijupirá.

Outro membro da equipe, Ronaldo Barradas Junior, engenheiro de pesca recém formado na UFRPE, realizou sua monografia de término de graduação estudando o conteúdo estomacal do bijupirá em peixes que ele próprio capturou utilizando suas habilidades na caça submarina. Barradas analisou estômagos de 67 peixes com peso que variaram de dois a 29 quilos. Do total dos estômagos, 42 continham algum ítem alimentar e apenas 14 encontravam-se vazios. A dieta do bijupirá apresentou uma rica diversidade de organismos, sendo a grande maioria de peixes ósseos, com destaque para os linguados (Syacium micrurum e Bothus ocellatus) e moréia (Myrichthys ocellatu). Os crustáceos foram o segundo item alimentar, seguidos pelos peixes cartilaginosos e moluscos. O estudo de Barradas concluiu que no ambiente natural o bijupirá apresenta hábito costeiro com preferência por peixes de hábitos bentônicos, sem discriminação por tamanho das presas.


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